Некоторые аспекты оксидативного стресса при гипо- и гипертермии (Обзор литературы)

Подавляющее большинство всех живых организмов, составляющих сложные экологические системфы, в своей жизнедеятельности не могут обходиться без потребления кислорода, за счет которого они способны выполнять разнообразные энергоемкие метаболические функции, а также производить субстраты, богатые энергией, т.е. осуществлять ре-акции ассимиляции и диссимиляции, поддерживая устойчиво-равновесное состояние гомеостаза [1,2,5]. Как известно, главным путем энергетического метаболизма считается окислительное фосфорилирова- ние, которое происходит в митохондриях [6,14]. На определенном этапе этого сложного процесса образуется супероксидный радикал (О₂^-) - продукт одно-электронного восстановления молекулярного кислорода, а затем и перекись водорода [38].

В настоящее время принято считать, что главным фактором в развитии патологических состояний является оксидативный стресс. Его проявление выра-жается в сдвиге динамического равновесия в системе антиоксиданты-прооксиданты в сторону свобод-норадикального окисления, продукты которого обладают широким спектром повреждающего действия. Это приводит к снижению стабильности и измене-нию физико-химических свойств мембран: микро-вязкости, текучести, мембранного потенциала, по-лярности внутренних областей мембраны и др. [3]. Накопленный фактический материал показывает, что в механизме воздействия факторов окружающей среды на живой организм и при изменении условий его жизнедеятельности имеется общее патогенетическое звено - избыточная продукция свободных радикалов, а состояние адаптационно-компенсаторного потенциала организма на клеточном уровне определяется мощностью механизмов антиоксидантной защиты [10].

При анализе влияния на организм тех или иных факторов существенный интерес представляет изучение роли системы крови в формировании компенсаторно-приспособительных реакций. Эритроциты, тесно контактируя со всеми тканями и вступая с ними в морфофункциональные взаимоотношения, собственной качественной и количественной перестройкой отражают происходящие в организме физиологические и патологические изменения [7,11,12]. Полифункциональная роль эритроцитов в механиз-мах адаптации и компенсации в условиях гипоксии, газотранспортных процессах и других жизненно важных функций - объясняет высокую информативность результатов изучения функциональных изменений в этих клетках [25]. Воздействие высоких температур, по существу, является «тепловым» стрессом. Основу неспецифического ответа составляет стресс-реакция, которая сопровождается выбросом катехоламинов и глюкокортикоидов для мобилизации энергетических ресурсов организма. Кроме того, в процессе формирования повреждения при действии высоких температур, помимо развития стресс-реакции, определенный вклад вносит тканевая гипоксия [4], действию которой подвержены, прежде всего, органы со сни-женным кровотоком.

В жизни любого организма температура окружающей среды является одним из основных факторов, определяющих его существование. Изменение тем-пературы ведет к самым разнообразным и часто не-благоприятным последствиям. В зависимости от тя-жести воздействия теплового стресса развиваются как минимум три сценария последующих действий. Первый развивается при мягком, не вызывающем серьёзных нарушений в метаболизме клетки воздей-ствии, однако изменяет экспрессию генов, вызывая синтез белков теплового шока (БТШ), полиаминов, ферментов антиоксидантной системы и т.д. Всё это приводит к некоторому снижению скорости роста и деления клеток, вместе с тем вызывает развитие ин-дуцированной термотолерантности (ИТ) к последующему жесткому тепловому воздействию. Второй ва-риант развивается в случае более сильного воздей-ствия, когда клетка получает достаточно ощутимые повреждения, однако не настолько сильные, чтобы вызвать ее гибель. В этом случае также происходит изменение в экспрессии генов, а синтеза защитных БТШ в этих условиях не происходит. Третий сцена-рий развивается в том случае, когда повреждения ме-таболизма настолько сильны, что клетка не в состоя-нии контролировать свою смерть, так как белки де-натурируют, а мембраны теряют свои свойства [8, 9].

При низкотемпературном стрессе наблюдается увеличение перекисного окисления липидов (ПОЛ) в мозговой ткани, печени и эритроцитах крыс, с по-вышением дисбаланса между анти- и прооксидантными системами. На этом фоне повышается актив-ность ксантиноксидазы в печени и в мозговой ткани, и снижается активность миелопероксидазы в нейтрофилах. При этом снижается и суммарная активность супероксиддисмутазы (СОД), каталазы, глутатионредуктазы (ГР) в этих тканях и в эритроцитах, но это компенсируется увеличением уровня неферментных антиоксидантных систем (витаминов). В этих условиях низкотемпературный стресс вызывает дестабилизацию ЭМ, снижение микровязкости липид- белковой среды, повышение полярности липидной фазы и агрегации белков, вызывая форменные из-менения поверхностных элементов [37]. В результате гипотермического шока крыс (животные находились при -5^о в течение 15 дней в иммобилизованном состоянии-180 мин/день) активность Си, 2п-СОД и уровень ПОЛ повышается в эритроцитах, однако активность каталазы и ГПО и уровень глутатиона сни-жается, создавая определенный фон оксидативного стресса [21].

В приведенной работе анализируется степень агрегации и деформации эритроцитов при различных стрессорных состояниях крыс (иммобилизация, холод, голод и холод+голод). Наблюдается увеличение степени агрегации эритроцитов в условиях отсутствия процесса их деформации. Этот эффект свя-зывается с действием адаптационных механизмов для нормализации вязкости крови животных [24]. Регулирующий эффект при низкотемпературном стрессе оказывает дельтасон- индуцирующий пептид (ДСИП). Причем, в этих условиях ДСИП повышает активность антиоксидантной системы мозга, печени и крови, одновременно повышается активность глутатионпероксидазы (ГПО) и неферментных антиоксидантов. Выдвигается мнение, что при низкотем-пературном шоке мембранотропный эффект ДСИП связан с повышением стабильности липид-белковой связи, снижением полярности липидной фазы мембран и с отрицательных поверхностных изменений ЭМ [36]. С другой стороны, в результате введения крысам активаторов карбогидрат (тиамин, рибоксин), а также липидных соединений (карнитин, биотин) наблюдается повышение функционально-метаболической активности лейкоцитов, иммунологической активности организма в условиях острого низкотемпературного стресса [18].

При хранении эритроцитов наблюдается процесс их повреждения, связанный с изменением целостности ЭМ, в результате выхода ионов К⁺ и гемолиза. Широко используемый в клинике препарат лидоксин (40-120МКМ) играет положительную роль для сохранения целостности эритроцитарных мембран. При семидневном хранении эритроцитов (+4^о), в отсутствии и присутствии плазмы эти изменения происходят неадекватным образом. В присутствии плазмы эритроциты более интактные, а выход К⁺ небольшой. Лидоксин улучшает активность эритроцитов, предотвращая их оксидативное повреждение и гемолиз [28]. Очевидно, что при гипотермическом шоке различной остроты эритроциты также подвергаются существенным функционально-структурным изменениям, на фоне соответственного изменения уровня систем, ответственных за регулирование ме-таболизма активных форм кислорода (АФК) при низкотемпературном стрессе.

В данной работе выявлены цитопротекторные механизмы терапевтической гипотермии, которая является кардиопротекторным методом лечения при остром инфаркте миокарда и изучены воздействия на модель кардиомиоцитов мыши с травмой ишемии-реперфузии. При этом животные подвергались 90 мин ишемии и 3 ч реперфузии. Для терапевтической гипотермии клетки охлаждались до 32^oС в течение последних 20 минут ишемии и первый час реперфузии. Терапевтическая гипотермия опосредо-вана активацией процессов фосфорилирования в результате ослабления генерации АФК и поддержания митохондриального мембранного потенциала [26].

Во время низкотемпературной инкубации (при 4^oС) культивируемых гепатоцитов печени крыс от-мечается апоптоз клеток. При этом проявляется вы-раженный защитный эффект железа, однако стационарный уровень перекиси водорода не изменяется. Кроме того, нет никаких доказательств, что индуцированная гипотермия вызывает увеличение соотношения O₂-/H₂O₂. При этом, клеточный гомеостаз же-леза играет ключевую роль при низкотемпературной инкубации культивируемых гепатоцитов. Это увеличение является обратимым, при последующем нагре-вании, после короткого периода гипотермии. Увели-чение количества железа вызывает оксидативное по-вреждение, несмотря на низкую концентрацию O₂-/ H₂O₂ [40]. Исследование влияния умеренной гипо-термии на окислительный стресс, умеренное воспаление, ишемическое повреждение эндотелия мозга, а также формирование супероксидного радикала (O₂^-) у крыс (ишемия мозга, вызванная закупоркой общей сонной артерии в течение 10минут) выявило пони-жение уровня малонового диальдегида и подавление продуцирования O₂^-, с последующим развитием оксидативного стресса и повреждения эндотелия мозга [27].

Гипертермический приступ ассоциируется церебральной ишемией на фоне повышения уровня интерлейкина-1, β допамина и глутатина в мозговой ткани. Эти факторы вызывают усиление продуциро-вания свободных кислородных и других радикалов. После удержания крыс при 42^о в анестезированном состоянии наблюдается снижение мозгового кровяного давления, активности СОД и каталазы на фоне повышения ПОЛ и О₂^- в нейронах и гепатоцитах. Эти изменения являются ключевыми факторами терми-ческого припадка животных. При этом увеличивается и уровень высокотоксичных HO. радикалов, вызывая церебральное ишемическое повреждение, ассо-циированное гипертермическим стрессом [42]. В результате семидневного термического шока (при 40^о) крыс активность глутатион-6-фосфатдегидрогеназы и каталазы в эритроцитах снижены. Причем изменения активности СОД в эритроцитах происходят по разному у 1-месячных, 6-ти и 12-ти месячных жи-вотных. Если у 1 месячных крыс активность СОД падает, то у 6-ти и 12-ти месячных крыс она повышается. При этом активность глутатион-8-трансферазы повышается вне зависимости от возраста. Уровни же восстановленного и окисленного глутатиона повышаются у 12-ти месячных животных. ПОЛ повышается во всех группах животных, вне зависимости от возраста. Причем при термическом стрессе уровни анти- и прооксидантных регуляторных систем в плазме крови и в эритроцитах изменяются неадек-ватным образом. У дойных коров в летний сезон (при 39.5^о) уровни прооксидантных маркеров (ГПО, тиоловые группы и ПОЛ) в плазме крови не изменяются и, наоборот, в эритроцитах наблюдается повышение уровней СОД, ГПО,-SH и ПОЛ, что вызывает со-ответственное оксидативное повреждение при гипертермическом шоке [20].

Острый термический стресс приводит к дефор-мации красных кровяных клеток при Даун-синдроме при температуре 48^о-54^о, под влиянием повышенных концентраций АФК. При этом повышается текучесть ЭМ [32]. Острый или хронический перегрев организма вызывает шоковую реакцию во всех орга-нах с нарушением микроциркуляции крови. В органах млекопитающих наблюдается необратимое нарушение гемодинамики с гипоксическим поврежде-нием и изменением нормального функционирования органов [23]. Снижение температуры после гипер-термии крыс вызывает улучшение термотолерантности крыс и снижение индуцированном гипертермией клеточного повреждения и уровня АФК. При этом наблюдается снижение уровня стрессорных белков и поврежденных клеток печени, с повышени-ем уровня Мп-СОД и каталазы [22]. При 45о гипер-термии мужчин и женщин усвоение кислорода при тренировках практически не отличается, а при вве-дении физраствора с температурой 30^о, 45^о, 50^о, наблюдается температурно-зависимое расширение стенок прямой кишки [17]. При экстремальном термическом повреждении в результате удержания крыс в водяной бане, при температуре 90о в течение 10 сек, наблюдается ожог кожи животных около 30%. Это сопровождается снижением уровня глутатиона, увеличением уровня малонового диальдегида (МДА), активности миелопероксидазы, коллагена в печени и в почечной ткани крыс. Положительный регулирующий эффект при экстремальном термическом шоке у крыс оказывает и внутрибрюшинно введенный 8е, регулируя уровень витамина Е и СОД в крови, что и предопределяет использование 8е в клинике [15]. Защитные средства при экстремальном термическом стрессе многообразны, и в большинстве они обладают различными механизмами антиоксидантного эффекта. При ожоге 35-40% площади кожи крыс повышается уровень ПОЛ, миелопероксидазы и туморнекрозного фактора. Введение животным трапидила или блокатора рецептора лейкотриена-монтелукаста [33] оказывает положительное антистрессорное и лечебное действие [19]. При остром термическом шоке мелатонин в дозе 10 мг/кг снижает оксидативное повреждение органов крыс, нормализируя степень коагуляции крови, которая повышается при термических ожогах, одновременно наблюдается снижение уровня протромбина, 08И и повышение ПОЛ. Мелатонин (введенный внутрибрюшинно) играет определенную регулирующую роль и на этих показателях [39]. Протективный эффект при экстремальном термическом воздействии оказывает 2-меркаптоэтан [33]. АФК играет ключевую патогеническую роль при экстремальном термическом шоке. Термическое поврежде-ние вызывает существенное повышение ПОЛ в эритроцитах, повышение уровня N0՝ и ксантиноксидазы, а фентинэстер кофеиновой кислоты оказывает ан- тирадикальный эффект, регулируя уровень этих по-казателей [16].

При старении организма наблюдается снижение противодействия против термического стресса. Это связывается со снижением уровня антиоксидантной защитной системы у пожилых особей. Употреблением тиолов наблюдается улучшение этих показателей при термическом шоке у крыс. Когда молодым и пожилым крысам вводили N-ацетилцистеин (НАЦ) в дозе 4 мг/кг внутрибрюшинно, за два часа до термического шока, наблюдалось регулирование уровня ГSH, Cu, Zn-СОД и цистеина. Причем при гипертермии в печени пожилых крыс наблюдается снижение уровня цистеина TSH и Cu, Zn-СОД [29]. При термических повреждениях под воздействием Cu, Zn- СОД из эритроцитов (24-32 мг/кг ежедневно) снижается уровень АФК и ПОЛ в крови, в почках, сердце и легких подопытных крыс [31]. После термического шока у анестезированных крыс (42.5^о) наблюдается снижение кровотечения мозговой ткани и повышение уровня АФК и ПОЛ и клеточной ишемии. Рас-тительный экстракт Shegmai Son значительно снижа-ет церебральную гипоперфузию, гипотензию, гипок-сию и другие факторы мозгового повреждения, про-являя этим антистрессорный эффект [41].

Высокая температура оказывает повреждающее влияние на ДНК нейронов моллюска и выражается в усилении ее деградации и возрастании содержания общего белка при нахождении моллюсков в условиях гипо- и гипертермии, что вероятно связано с синтезом белков холодного и теплого шока соответственно. Указанное воздействие реализуется на клеточном уровне, вероятно за счет выраженной перестройки дыхательной активности. Нарушение баланса про- и антиоксидантных систем организма при повышенных температурах среды (30^оС) может привести к повреждению ДНК и обуславливать гибель животных при гипертермии [13].

В работе определяется роль СО при гипертермическом повреждении мозга крыс с индуцированием мозгового повреждения, используя иммуногистохи- мический анализ гемоксигеназы-2 (ГО-2). В результате удерживания крыс при температуре 38^оС в те-чение четырех часов, наблюдается нарушение гематоэнцефалического барьера, с образованием эдемии (отек) мозга, повреждение мозговых клеток и экспрессию ГО-2 в нескольких регионах мозговой ткани. Профилактической подачей животным соединений EGB-761 и BN-52021 значительно снижается экспрессия ГО-2 и степень нарушения функции гематоэнцефалического барьера, формирования эдемии мозга и повреждения клеток. Более эффективно соединение EGB-761 с антиоксидантной активностью. Делается вывод, что продуцирование СО в этой системе и АФК играют ключевую роль при возникно-вении оксидативного стресса [35]. С другой стороны, при термическом шоке уровень НО՝ радикалов в мозговой ткани повышается, вызывая оксидативное повреждение нейронов, снижение среднего артериаль-ного давления и скорости мозгового кровотечения. При этом уровень АФК и ПОЛ повышаются. Уровни плазменных цитокинов, включая а-фактор некроза опухоли, интерлейкин-1 (YL-1) бетта, YL-6 существенно повышены. Внутрибрюшинно введенный токоферол (20 мг/кг) или 10% манитол-скавенджер НО- улучшают уровень регуляции этих показателей [30].

Заключение

Во всех клетках происходит образование АФК и макромолекул всех классов: ну-клеиновых кислот, белков и липидов. Это обязатель-ные биологические процессы, выполняющие очень важные функции — синтез эйкозаноидных гормонов: простаноидов и лейкотриенов. АФК необходимы для иммунитета и воспаления, так как: а) увеличивают синтез цитокинов и иммунных рецепторов; б) способствуют выходу лейкоцитов в ткани; в) убивают фагоцитированные бактерии, старые и поврежденные клетки и способствуют повреждению несовместимых, а также злокачественных и пораженных вирусами клеток. Но избыточность АФК повреждает клетки и может способствовать развитию очень многих болезней и синдромов, в том числе самых распространенных и опасных: старения, атероскле-роза, инфаркта и инсульта, тяжелых воспалительных заболеваний, СПИДа, злокачественных процессов и др, для чего существует защитная антиоксидантная система. Она состоит из низкомолекулярных антиок-сидантов и антиоксидантных ферментов. Соотноше-ние прооксидантов и антиоксидантов и определяет, разовьется ли и будут ли прогрессировать оксидативный стресс и в результате свободно-радикальная патология. Это же соотношение участвует в регуляции многих очень важных биологических процессов, то есть существует новая форма контроля — редокс- регуляция, в частности, при гипо - и гипертермии. 

Список литературы 

1. Воейков В.Л. Успехи геронтологии, 2002, Вып. 9, с.54-66.
2. Воейков В.Л. Рос. журн. гастроэнт., гепатол., коло- прокт., 2001, т. XI, 4, с.155-162.
3. Дубинина Е.Е. Продукты метаболизма кислорода в фундаментальной активности клеток. СПб. Изд-во Медицинская пресса. 2006. 400 с.
4. Дубинина Е.Е. Вопр. мед. химии. 2001. Т. 47, 6. 561581.
5. Журавлев А. А., Зубкова С.М. Антиоксиданты. Свободно-радикальная патология. М. ФГОУ ВПО МГ АВМ и Б им. К.И. Скрябина. 2008. 269с.
6. Кондрашова М.Н. Биофизика, 1989, т. 34, 3, с. 450-458.
7. Крыжановский Г.Н. Дизрегуляционная патология. М. Медицина, 2002. 362 с.
8. Меньшикова Е.Б., Зенков Н.К., Ланкин В.З. Окислительный стресс. Патологические состояния и заболевания. Новосибирск. Изд-во «АРТА». 2008. 284 с.
9. Меньшикова Е.Б., Ланкин В.З., Зенков Н.К. и др. Окислительный стресс. Прооксиданты и антиоксиданты. М. Слово. 2006. 556 с.
10. Нагорная Г.Ю. Антиоксидантная система сыворотки крови и слюны детей принейроциркулятор- ной дистонии. Дис. к.м.н. Ростов-на-Дону, 2005. 108 с.
11. Павлюченко И.И. Окислительный стресс, его мониторинг и критерии оценки окислительной активности лекарственных препаратов и БАД. Дис. д. м. н. Ростов- на-Дону, 2005. 309 с.
12. Рязанцева Н.В. Успехи физиологических наук. 2004. Т.35.1. 53 - 65.
13. Сидоров А. В., Маслова Г. Т. Новости медико-биологических наук. 2008. 1-2.
14. Скулачев В.П. Энергетические механизмы внутриклеточного дыхания. М., «Наука», 2000,184 с.
15. Agay D., Sandre C. Free Radic. Biol. Med., 2005, 39 (6), p.762-768.
16. Armutchu F., Gurel A. Burn. Care Rehabil., 2004, 25 (2), p.171-178.
17. Arngrimsson S.A., Petitt D.S. Eur. J. Appl. Phisiol., 2004, 92 (4-5), p.524-532.
18. Avakian A.R., Lazarev A.J. Eksp. Klin. Farmakol., 2002, 65 (3), p.50-53.
19. Aylan D., Taskinlar H. Burns, 2005, 31 (7), p.859-865.
20. Bernalucci U., Ronchi B. J.Dairy Sci., 2002, 85 (9), p.2173-2179.
21. Gumuslu S., Sarikcioglu S.B. Free Radic. Res., 2002, 36(12), p.1277-1282.
22. Hall D.M., Overlay T.D. FASEB J, 2000, 14 (1), p.78-86.
23. Karnaukh N.G., Filipchenko L.L. Med. Tr. Prom. Ekol., 2004, 5, p.17-20.
24. Katiukhin L.N. Aviakosm. Ekolog.Med., 2002, 36 (1), p.64-67.
25. Kilfer C.R. Curr Opin Haematologe. 2000. Vol. 7. P.113 -116.
26. Kimberly R . et al.Am J Physiol Heart Circ Physiol 298: H2164-H2173, 2010.
27. Koda Y, Tsuruta R, Fujita M, Miyauchi T. Advanced Medical Emergency and Critical Care Center. 2010 Jan, Japan.
28. Lenfant F., Lahet J.J., Chaillot B., Freysz M. Cell Mol. Biol. Left., 2004, 19 (2), p.301-304.
29. Morrison J.P., Coleman M.C. J.Appl. Physiol., 2005, 99 (6), p.2271-2277.
30. Niu K.C., Lin K.C. Clin.Exp. Pharmacol. Physiol., 2003, 30(10), p.745-751.
31. Paramonov B.A., Churilova J.V. Bull. Exp. Biol. Med.,2002,134 (6), p.578-583
32. Przybylska M., Bryszewska M, Kdzioza J. Bioelectrochemistry, 2000, 52 (2), p.239-249.
33. Sener G., Kabasakal L. Burns, 2005, 31 (5), p.587-596.
34. Sharma H.S., Drieu K. Acta Neurochir. Suppl., 2000, 76, p.81-86.
35. Sharma H.S., Drieu K. Acta Neurochir. Suppl., 2003, 86, p.313-319.
36. Shustanova T. A., Bondarenko T.I. Usp. Fiziol. Nank.,2003,34 (1), p.31-44.
37. Shustanova T.A., Bondarenko T.J., Miliutina N.P. Ross. Fiziol. th. Im. J.M.Sechenova, 2004, 90 (1), p.73-82.
38. Skulachev V.P. Ann. N.Y. Acad. Sci., 2002 Apr., v. 959, pp.214-237. 
39. Tunali T., Sener G. Life Sci., 2005, 76 (11), p.1259-1265. 
40. Wang N.L., Liou Y.L. J.Pharmacol. Sci., 2005, 97 (2),
41. Ursula Rauen, Frank Petrat. Universitatsklinikum, p.253-265.D-45122 Essen, Germany,
42. Yang C.Y., Lin M.T. Stroke, 2002, 33 (3), p. 790-794.

Вопросы, ответы, комментарии